JBRA Assist. Reprod. 2010;14(4):15-20
ARTIGO ORIGINAL
doi: 10.5935/1518-0557.2010.14.4.02
1Laboratório de Citopatologia – Curso de Biomedicina - Universidade Feevale – RS - Brasil.
2Núcleo de Reprodução Humana Gerar – Hospital Moinhos de Vento. Porto Alegre –RS – Brasil.
RESUMO
Objetivo: Foram escolhidas para o estudo duas técnicas utilizadas no Brasil para a vitrificação de oócitos. Algumas discussões acerca de qual das duas técnicas apresenta melhores resultados na vitrificação fazem com que as clínicas tenham dúvida na escolha entre elas. O que justifica o estudo é o conhecimento comparado dessas técnicas e o melhor resultado na preservação de oócitos.
Material e Método: A estratégia de busca incluiu pesquisas em banco de dados “on-line” (MEDLINE e PUBMED) de 1986 a até 2009. Todo estudo controlado publicado sobre características morfofisiológicas de oócitos, crioprotetores e métodos de vitrificação.
Resultados e conclusão: comparação entre duas técnicas de vitrificação. Vantagens e desvantagens. Não houve diferenças significativas quanto às taxas de sobrevivência, fertilização, clivagem, implantação e gestação de oócito/embrião quando comparados estudos com as duas técnicas. Os resultados foram satisfatórios mostrando semelhança no desempenho das duas técnicas. Em relação ao custo, não foram observadas diferenças de valores já que as técnicas usam iguais meios e soluções para a vitrificação. As técnicas se diferenciam pela capacidade de volume das palhetas e biossegurança (uma possui um sistema aberto e a outra um fechado). O sistema aberto pode levar a diferenças na qualidade e sobrevivência oocitária, devido ao maior risco de contaminação à célula vitrificada com algum agente patológico, porém, necessita menor volume de meio de criopreservação diminuindo a toxicidade do oócito.
Palavras-chave: vitrificação, oócitos, vantagem, desvantagem, palhetas
ABSTRACT
Objective: Two techniques used in Brazil for the oocyte cryopreservation were chosen for the study. Some discussions about which one achieves the best results in glazing arise a concept that clinics have to choose between them. What justifies the study is the comparative knowledge of these techniques and the best result in the preservation of oocytes.
Material and Method: For the study the search strategy included searches in the database “online” (MEDLINE e PUBMED) from 1986 until 2009. We looked for every control studies on ovarian morphophisiology, cryoprotectants and vitrification.
Results and conclusion: There were no significant differences in survival rates, fertilization, cleavage, implantation and pregnancy in oocyte/embryo studies when compared with the two techniques. The results were satisfactory showing similarity in the performance of two techniques. Regarding the cost, there were no differences in values since the technique uses the same means and solutions for vitrification techniques differ in the volume capacity of the blades and security (one has an open system and the other a closed one). The open system can be differences in quality and oocyte survival due to increased risk of contamination to the cell glazed with some pathological agent. However, it has less need of smaller volumes of culture medium, which reduces the toxicity of the oocyte.
Keywords: cryopreservation, oocytes, advantage, disadvantage, straws
INTRODUÇÃO
Em contraste com o rápido desenvolvimento dos processos de criopresevação de células nos anos oitenta e início dos anos noventa, novos avanços com profundas consequências na prática só recentemente foram alcançados (Vajta & Kuwayama, 2006). Nota-se atualmente um significativo ressurgimento do interesse nos potenciais benefícios dos protocolos e técnicas de vitrificação de reprodução assistida (Liebermann, 2002).
A criopreservação de embriões segue como a principal escolha dos casais em tratamento de fertilização in vitro (FIV) e injeção intracitoplasmática de espermatozóides (ICSI), porém, a vitrificação de oócitos aparece como uma tendência promissora entre os casais. Provavelmente, à medida que a técnica de congelamento de oócitos apresentar eficácia e segurança sobreponíveis ao congelamento embrionário, esta opção será crescente, apresentando-se como possível resolução para o problema ético, emocional e legal inerente ao congelamento embrionário (Badalotti et al., 2003).
A capacidade de criopreservação de oócitos pode ser uma ferramenta valiosa em técnicas de reprodução humana assistida, representando uma opção para pacientes que sofrem de alguma doença degenerativa ou câncer, tendo seus oócitos coletados antes do início da quimioterapia ou radioterapia com a expectativa de fecundá-los após a recuperação do tratamento (Kuwayama et al., 2005a). O banco de oócitos também proporcionaria às mulheres a opção de adiar e planejar a sua gravidez, além de contornar as preocupações éticas associadas com a preservação do embrião (Lucena et al., 2006). Um dos principais motivos apontados para o adiamento da maternidade é a exigência profissional. Se o congelamento ultra-rápido (vitrificação) de oócitos for eficiente, estes podem ser recolhidos quando a mulher é jovem e, preservados até que ela decida ter um filho. Além disso, homens que tratam a infertilidade, podem aproveitar-se desta tecnologia (Kuwayama et al., 2005a).
Diferente do congelamento de embriões, muito discutido nos dias de hoje por envolver questões éticas, religiosas, legais e flosóficas, o método de congelamento de oócitos não alimenta polêmica. Congelado sozinho, o óvulo é apenas uma célula reprodutora e não uma vida como no caso do embrião. Outra preocupação é o fato dos embriões serem legais e eticamente considerados seres vivos e, por isto, em nenhuma hipótese podem ser descartados (Castellotti & Cambiaghi, 2008; Vajta & Kuwayama, 2006). Para avaliar o conhecimento atual dos resultados médicos para FIV/ICSI, foram revistos os dados de crianças nascidas após a criopreservação, congelamento lento e vitrificação de embriões estágio de clivagem, blastocistos e oócitos. Estima-se que 3,5 milhões de crianças nasceram até 2008 usando tecnologias de reprodução assistida (Wennerholm et al., 2009). Como resultado de um desenvolvimento longo e controverso, um grupo de métodos alternativos de vitrificação provou a sua eficiência e praticidade nos últimos anos, porém o método ideal ainda necessita de pesquisas na tentativa de estabelecer o melhor protocolo. Pesquisadores como Vajta & Kuwayama (2006) acreditam firmemente que o futuro do oócito de mamíferos e criopreservação de embriões será baseado principalmente na vitrificação, e a taxa de progressão será determinada pela taxa de embriologistas que queiram aprender e reconhecer esta nova abordagem.
O objetivo deste estudo é de comparar duas técnicas de vitrificação utilizadas no Brasil em relação aos resultados obtidos na vitrificação e descongelamento de oócitos e seu custo benefício.
MATERIAL E MÉTODO
Critérios para a inclusão de estudos: todo estudo controlado publicado sobre características morfofisiológicas de oócitos, crioprotetores e métodos de vitrificação.
Resultado avaliado: comparação entre duas técnicas de vitrificação. Vantagens e desvantagens.
Identificação de estudos: A estratégia de busca incluiu pesquisa em banco de dados “online” (MEDLINE e PUBMED) de 1986 a 2009. Não houve nenhuma restrição quanto ao idioma. As seguintes palavras foram utilizadas para a procura: oocytes, vitrification, cryopreservation, advantage, disadvantage, techniques of vitrification.
RESULTADOS
Oócitos
A biologia do oócito oferece muitos desafios para a criopreservação por congelamento ou vitrificação. Só com uma maior atenção às necessidades fundamentais do oócito é que será possível facilitar e direcionar o curso aos esforços para a melhoria das técnicas de vitrificação. (Fahy, 2007).Sabe-se que quanto melhor a qualidade do oócito, melhor é a sua taxa de sobrevivência. Segundo Veeck (1998) o aspecto normal “ideal” do oócito fértil deveria ser representado pelos seguintes parâmetros: citoplasma claro com granulação moderada, espaço perivitelino pequeno e uma zona pelúcida clara e incolor. Contudo, nem sempre nos deparamos apenas com esses oócitos “ideais” em nossa rotina laboratorial diária.O oócito humano maduro é uma das maiores células dos mamíferos. Como características distintivas de um oócito maduro, temos: a alta relação superfície x volume, baixa permeabilidade à água e uma vida curta, se não for fecundado. Para a fertilização, o oócito deve manter a sua estrutura integra que é vulnerável às mudanças fisiológicas. Tem sido bem documentado que oócitos sofrem danos reversíveis e irreversíveis durante a criopreservação. Isso inclui alterações como o endurecimento da zona pelúcida (o efeito negativo causado por liberação de grânulos corticais durante a criopreservação) (Palermo et al., 1992; Porcu et al., 1997; Würfel et al., 1999) e da membrana citoplasmática, despolimerização dos microtúbulos e desalinhamento dos cromossomos, além do citoplasma muito granuloso (Wennerholm et al., 2009; Vajta & Zsolt, 2006). Kuwayama (2005a) e Wennerholm (2009) mostraram que oócitos de ratos têm menor permeabilidade aos aditivos crioprotetores, em comparação com zigotos e embriões e que a criopreservação induz o endurecimento da zona pelúcida e liberação prematura do conteúdo de grânulos corticais inibindo assim a penetração do espermatozóide e fecundação.A partir do estudo de Chen (1986), que obteve a primeira gravidez de oócitos congelados, os resultados oriundos dos estudos mostraram uma alta variabilidade de achados. Gook et al. (1993) relataram taxas de sobrevivência de oócitos, de clivagem embrionária, e de gravidez decrescentes (76%, 60%, e 28,5%, respectivamente), indicando que a técnica de congelamento lento provocava alterações importantes na sobrevivência, fertilização, clivagem, implantação, fecundação e viabilização da gravidez.Outro relato de nascimento a partir de um oócito congelado foi em 1997, utilizando a técnica de injeção intracitoplasmática de espermatozóides (ICSI). Com este estudo foi possível verificar um aumento na taxa de fertilização e gravidez, mas sem diferenças na taxa de sobrevivência dos oócitos (Porcu et al., 1997). Em outro estudo, Polak et al. (1998) obtiveram uma taxa de sobrevivência de 30%, uma taxa de fertilização de 66,6%, e uma gravidez de um total de 10 óvulos congelados.Existem relatos controversos a respeito da relação entre a morfologia do oócito e o estímulo ovariano, idade da paciente, diferentes patologias, taxas de fertilização, qualidade dos pré-embriões formados e taxas de gestação. Mas a idade da mulher parece ser um fator relevante, pois a incidência de aneuploidia em oócitos de pacientes com idade superior a 35 anos é de cerca de 38% e, em pacientes mais jovens, 24%. Considerando-se que a idade tenha um efeito sobre o material genético do oócito, é possível especular uma extensão desse efeito sobre a qualidade do oócito como um todo. Contudo, poucos estudos correlacionaram a idade da paciente à morfologia oocitária (Perin et al., 2004).Recentemente um grande avanço foi atingido quando oócitos vitrificados obtiveram desenvolvimento embrionário após a ICSI, onde de um total de 29 transferências de embriões, 12 gestações foram obtidas, resultando no nascimento de 10 bebês saudáveis. O sucesso pode ser atribuído ao resfriamento extremamente rápido e com taxas muito elevadas, pelo volume mínimo de crioprotetor em altas concentrações e pelo sistema de transporte pequeno (palheta de congelamento), bem como pelos parâmetros de incubação cuidadosamente selecionados que minimizam os efeitos tóxicos e osmóticos, proporcionando proteção ao oócito como um todo (Kuwayama et al., 2005a).
Crioprotetores
São meios utilizados no processo de vitrificação com a finalidade de tornar o oócito vítreo no menor tempo possível, pois são muito tóxicos o que pode ocasionar a morte celular.A vitrificação tem se tornado comum para a criopreservação de oócitos. A viabilidade, a importância dos tempos de incubação específicos para a recuperação do oócito, a sobrevivência e clivagem tem sido estudadas (Kartberg, 2008). Em geral, a vitrificação é realizada principalmente com o uso de crioprotetores, os mesmos que são aplicados em métodos de congelamento lento. No entanto, a escolha da adequada composição é diferente nos diversos protocolos. Como consequência das altas concentrações requeridas de crioprotetores, as pesquisas têm o objetivo de diminuir os danos tóxicos e osmóticos causados nas células (Vajta & Zsolt, 2006).Congelamento e descongelamento de suspensões celulares são, na maioria das circunstâncias, relevantes para a obtenção de resultados satisfatórios na técnica como um todo. Acredita-se que os danos resultem dos efeitos indiretos da formação de gelo e não de efeitos diretos, como nas células germinativas enrugadas ou adesão ao gelo (Fahy, 2007).Uma desvantagem percebida é o uso de altas concentrações de crioprotetores, levando a desidratação intensa e encolhimento da célula (Kartberg, 2008). Várias abordagens foram utilizadas, como encontrar o crioprotetor menos tóxico e muito mais permeável. Uma abordagem bem sucedida foi a utilização da combinação de dois ou mais crioprotetores para diminuir a toxicidade individual das células. Pelo menos um dos crioprotetores deve ser permeável e um ou dois impermeáveis (Kuwayama et al., 2005b; Vajta & Zsolt, 2006).Componentes permeáveis a células como etileno glicol, propileno glicol, acetamida, glicerol e dimetilsulfóxido (DMSO), foram testados em várias combinações (de la Pena et al., 2001; Kasai & Mukaida, 2004), eventualmente a mistura de etileno-glicol e DMSO parece ser a escolha mais reconhecida (Ishimori et al., 1992a, b, 1993). Segundo algumas investigações, a permeabilidade da mistura é maior do que quando os componentes individuais são usados (Vicente & Garcia, 1994).Dos crioprotetores não-permeáveis, os mono e dissacarídeos, incluindo a sacarose, trealose, glicose e galacto-se são os principais. Recentemente, a sacarose tornou-se quase como um componente padrão de vitrificação adicionada de etileno glicol, embora tenha sido, por um longo tempo, contestada em favor da trealose. A sacarose, como outros açúcares, pode não ter qualquer efeito tóxico em baixas temperaturas, mas pode comprometer a sobrevivência do embrião, quando aplicada para compensar o inchaço de embriões após descongelamento (Kasai, 1986; Kasai et al., 1992; Vajta et al., 1997). Em uma abordagem recente, a injeção de trealose em citoplasma de oócitos, resultou em melhora da sobrevida após a criopreservação (Eroglu et al., 2002). A trealo-se é rapidamente eliminada do citoplasma e não parece comprometer o desenvolvimento (Eroglu et al., 2005).Durante o processo de congelamento, pode ocorrer fratura da zona pelúcida e da membrana citoplasmática. Os fusos meióticos são altamente sensíveis a mudanças de temperatura, especialmente ao resfriamento, as fraturas podem levar à interrupção dos fusos meióticos, a dispersão dos cromossomos e, possivelmente, ao aumento do risco de aneuploidia (Perin et al., 2004). Estudos anteriores e atuais demonstraram o efeito benéfico do DMSO na polimerização do eixo, portanto, o uso de DMSO para a criopreservação de oócitos parece ter um efeito protetor (Wennerholm et al., 2009). Ele protege as células da formação de gelo intracelular, é relativamente polar e tem uma estrutura pequena e compacta, que lhe permite penetrar em tecidos vivos rapidamente, sem causar danos significativos.
Vitrificação
É um processo de congelamento mais rápido que o convencional congelamento lento. Por ser rápida, a técnica de vitrificação favorece a integridade do oócito que fica menos exposto aos crioprotetores usados. Mergulham-se as palhetas contendo os oócitos diretamente em nitrogênio líquido, sem precisar controlar taxas de congelamento como na criopreservação lenta. São utilizadas taxas ultra-rápidas de congelamento e aquecimento que variam para o congelamento de -15, 000 a -30, 000 °C/min e para o aquecimento de +20, 000 a +24, 000 °C/min. Como vantagens da técnica temos: procedimento simples, barato (não requer aparelhos caros e sofisticados para o processo) e rápido, resultando em maiores taxas de sobrevivência e de desenvolvimento que podem ser obtidas com métodos alternativos (Vajta, & Zsolt, 2006).A vitrificação, por ser um método ultra-rápido de congelamento, que vitrifica sem a formação de cristais de gelo em torno das células tornou-se uma alternativa e, recentemente, seu sucesso tem aumentado as expectativas em diversas áreas de conhecimento envolvidas com a preservação de gametas e embriões. Uma das desvantagens da técnica de criopresevação lenta é a formação de cristais de gelo que podem provocar injúrias tóxicas e alterações morfológicas que prejudicam o desenvolvimento das células, tanto em oócitos como embriões e outros tecidos (Assaf, 2003). Os autores não encontraram qualquer circunstância em criopreservação de oócitos ou embriões por congelamento lento oferecendo vantagens consideráveis em comparação com a vitrificação. Na esmagadora maioria das publicações os dados comprovam que os métodos mais recentes de congelamento ultra rápido são mais eficientes e confáveis do que qualquer versão de congelamento lento. Recentemente resultados alcançados usando congelamento ultra-rápido parecem convencer mais, e mais profissionais, sobre as vantagens da técnica, refletido pelo número crescente de publicações e também pelo número de Kits comerciais introduzidos para a vitrificação (Vajta & Zsolt, 2006).A disponibilidade da rotina utilizando nitrogênio líquido tem facilitado o uso de técnicas de criopreservação em uma ampla gama de aplicação. O nitrogênio é fácil de lidar e seguro quando usado com cuidado apropriado, porém as condições de biossegurança e os cuidados com infecção cruzada precisam ser mantidos (Fuller & Paynter, 2004).Uma série de preocupações tem sido levantada sobre o risco potencial de oócitos e embriões humanos a partir da exposição aos contaminantes que já estão presentes no nitrogênio líquido no momento da vitrificação, ou potencialmente introduzido nos mesmos durante o armazenamento em recipientes abertos (Kuwayama et al., 2005b). Mesmo em condições experimentais existem estudos demonstrando absorção involuntária de agente patogênico durante vitrificação ou armazenamento pelo embrião ou oócito (Bielanski et al., 2000).Há um risco de contaminação quando os oócitos são colocados em contato direto com nitrogênio líquido. Tedder et al. (1995) relataram que amostras de medula óssea foram contaminadas com o vírus da hepatite B durante o armazenamento. Procedimentos que evitem o risco de infecção devem ser desenvolvidos antes da criopreservação de oócitos (Wu et al, 2001).
As Técnicas
As primeiras tentativas de vitrificação utilizando palhetas de 0,25 ml, as mesmas utilizadas em congelamento lento de embriões, não obtiveram sucesso. A primeira gravidez obtida por Kuleshova et al. (1999) pela vitrificação utilizou uma palheta plástica (sistema aberto) puxada até ficar bem fina (Open Pulled Straw - OPS), técnica utilizada anteriormente por Vajta et al. (1998) em embriões bovinos. Atualmente, os princípios da OPS são usados em muitas versões, superfinas OPS (Isachenko et al., 2000), micropipetas de vidro (Kong et al., 2000), pipetas de denudação fexíveis (Liebermann et al., 2002), micropipetas plásticas de diâmetro fino (Cremades et al., 2004, Hredzak et al., 2005), entre outras. As versões mais recentes da OPS não conseguem reproduzir bons resultados devido à dificuldade de manipulação da palheta, principalmente durante o aquecimento.Existem vários protocolos para vitrificação de oócitos, no Brasil, duas técnicas são muito utilizadas nas clínicas de reprodução assistida, a Cryotip® (método americano) e a Vitri-Ingá® (método brasileiro).Para o congelamento, os oócitos são transferidos para uma solução de equilíbrio que contém 7,5% de etilenoglicol e 7,5% de (DMSO), 20% de soro sintético bovino (SSS) em HTF-HEPES (Human Tubal Fluid modificado com sistema tampão). Os oócitos são equilibrados nessa solução por 5-15 minutos. Após este tempo, os oócitos são passados em quatro gotas de solução de vitrificação permanecendo por 5 a 15 segundos em cada gota. O tempo que os oócitos permanecem nesta última solução, até a imersão em nitrogênio, não pode exceder de 90 segundos (Almodin et al., 2010; Cryopreservation Protocols, 2006).A solução de vitrificação é constituída de 15% de etilenoglicol, 15% de DMSO, sacarose 0,5M e 20% de soro sintético bovino (SSS) em HTF-HEPES.Quando descongelados, os oócitos são transferidos para a solução de aquecimento que contém sacarose 1.0M, 20% (de SSS) em HTF-HEPES. Após um minuto os oócitos são transferidos para solução diluente contendo sacarose 0,5M, 20% (de SSS) em HTF-HEPES por 2 minutos à temperatura ambiente. São então lavados em HTF-HEPES com 20% de SSS por 3 vezes, 2 minutos cada.A concentração dos meios e soluções para vitrificação e descongelamento tanto no método americano quanto no brasileiro são semelhantes; os tempos e volumes que diferem. Após o aquecimento dos oócitos, a avaliação da sobrevida é realizada através do critério morfológico. A sobrevida dos oócitos é definida pela re-expansão do mesmo, tendo mantido membrana celular intacta, citoplasma normal e zona pelúcida, bem como o espaço perivitelínico de tamanho normal (Almodin et al., 2009; Cryopreservation Protocols, 2006).Na técnica Vitri-Ingá os oócitos são colocados na palheta de vitrificação, que consiste em uma haste de polipropileno com uma extremidade muito fina (0.7 mm de espessura) conectada a outra extremidade mais grossa. Os oócitos são depositados na haste, com o mínimo volume de solução de vitrificação, e então imediatamente imersos em nitrogênio líquido (Fachini et al., 2008).O Vitri-Ingá® utiliza um pouco do princípio de uma outra abordagem, “o Cryoloop®”, que consiste em uma pequena alça de nylon preso a um suporte e equipado com um protetor. O filme de solução que se forma em torno do orifício da alça é forte o suficiente para manter o oócito ou embrião e com esse volume mínimo de solução as taxas de resfriamento podem ser extremante maiores (Isachenko et al., 2003).No método brasileiro há um pequeno orifício onde o oócito ou embrião fica suspenso com um volume muito pequeno de líquido. O aparato usado é importante principalmente durante o aquecimento (Fachini et al., 2008).O método de vitrificação proposto e estudado parece ser uma boa opção devido às altas taxas de sobrevida e fertilização após ICSI. Em um estudo publicado recentemente os oócitos excedentes de punções foram vitrificados e somaram um total de 258 oócitos. Dos oócitos aquecidos, 215 sobreviveram (83%) e destes 214 foram submetidos a ICSI. Um oócito não teve qualidade suficiente para ser injetado. Dos oócitos injetados, 164 fertilizaram (76,6%) e desenvolveram embriões. Treze pacientes tornaram-se grávidas após a transferência embrionária (24,5%) e não houve nenhum caso de aborto (Fachini et al., 2008).Já a Cryotip® é uma palheta fechada com diâmetro interno de aproximadamente 200 µm, possui maior volume, aproximadamente 1 µL. É um sistema fechado seguro e é selado em ambas extremidades. Apresenta design de canudo plástico com pontas ultrafinas e uma capa protetora de metal, garantindo que as amostras não entrem em contato direto com o nitrogênio líquido ou outras potenciais fontes de contaminação (Irvine Scientific – Spetrun, 2009; Kuwayama et al., 2005b).De acordo com o manual da Irvine Scientific – Spetrun (2009), resultados obtidos com a técnica Cryotip® em uma clínica de Tóquio no Japão em 2004 demonstram 37 e 88 embriões vitrificados em estágio de clivagem e blastocisto respectivamente. Sobrevivência de 100 (37) e 93,2% (82), embriões transferidos de 29 e 82%. As taxas de gravidez foram de 48,3% (14) e 51,2 (42), respectivamente. As taxas de aborto foram de 14,3% (2) e 7,1% (3) e as taxas de nascimento de 41,4% (12/29) e 47,6% (82). Kuwayama et al. (2005b) compararam que nos sistemas de vitrificação fechados e abertos não há diferença no que diz respeito a sobrevivência de blastocistos, encontrando 93 e 97% para CryoTip® e Cryotop® (sistema aberto), respectivamente. Para gravidez, 51 e 59%, respectivamente e nas transferências, 48 e 51% respectivamente. A vitrificação é um método simples, eficiente e melhora as taxas de gravidez acumulada por ciclo. O uso do sistema fechado CryoTip® elimina o potencial de contaminação do oócito/embrião durante a criopreservação e armazenamento, sem comprometer a sobrevivência e as taxas de desenvolvimento in vitro e in vivo.Para aumentar a velocidade do resfriamento tenta-se diminuir o volume de solução de congelamento a qual os oócitos ou embriões seriam vitrificados utilizando-se vários tipos de palhetas. O ponto principal na obtenção de bons resultados com a vitrificação é o aparato usado, que deve permitir a possibilidade de vitrificar o embrião em um volume de líquido muito pequeno e permitir também que o procedimento seja realizado com bastante rapidez (Kuwayama et al., 2005a).A utilização da palheta aberta (Vitri-Ingá®) levanta o problema quanto à possível contaminação com o nitrogênio líquido, que é provavelmente um argumento contra o seu uso em humanos. Para minimizar o risco de contaminação tem-se utilizado nitrogênio “virgem” nos procedimentos de vitrificação, entretanto, outra opção, na tentativa de eliminar o risco de transmissão de doenças seria o uso de nitrogênio filtrado com filtro de 0,22 um (Fuller & Paynter, 2004; Kuwayama et al., 2005b; Fachini et al., 2008).
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Este estudo apresenta e reforça a grande importância que a vitrificação tem no cenário de pesquisa na área de reprodução humana. A técnica garante qualidade ao oócito que está sendo criopreservado, oferecendo boas condições morfológicas após o descongelamento, obtendo assim, um embrião saudável depois das técnicas de ICSI. A vitrificação de oócitos não gera problemas éticos e legais, oferece boas oportunidades reprodutivas a seus pacientes, porém a mesma tem um alto custo, tanto para quem oferece e para quem necessita desta técnica.
Na comparação do uso das palhetas diferentes em cada técnica, não foram observadas diferenças significativas quanto às taxas de sobrevivência, fertilização, clivagem, implantação e gestação de oócito/embrião. Os resultados dos estudos analisados foram satisfatórios para as duas técnicas.
A maior diferença entre as técnicas está no volume das palhetas. CryoTip® possui capacidade interna maior, ou seja, maior quantidade de meio utilizado para a vitrificação, que acaba expondo os oócitos a maiores taxas de toxicidade. Esta palheta também possui um custo bastante elevado, principalmente por ser produzida no exterior. A haste brasileira utiliza uma pequena gota de meio e seu excesso na palheta ainda pode ser retirado. Utilizando uma menor quantidade de meio, se tem menos toxicidade e maiores chances de sobrevivência da célula. Esta sobrevivência das células também se dá pela garantia de qualidade, pureza, ausência de contaminantes e procedência dos meios de cultivo. Outra diferença é em relação a biossegurança. A haste brasileira é um sistema aberto que pode expor o oócito a agentes patogênicos, porque é colocada diretamente no nitrogênio líquido e em seguida é fechada, mas não selada. A CryoTip® é selada antes da exposição ao nitrogênio, garantindo assim o isolamento da célula.
Concluímos que os dois métodos são eficientes e geram taxas semelhantes de sobrevivência, fertilização, clivagem e gestação. A escolha do método deve-se dar pela habilidade de próprio embriologista com cada técnica.
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