JBRA Assist. Reprod. 2011;15(3):10-14
ARTIGO ORIGINAL

10.5935/1518-0557.2011.15.3.02

Evaluación de vacuolas nucleares y apoptosis espermatica luego del uso de columnas de anexina V en pacientes con terarozoospermia severa

Nuclear vacuoles and apoptosis markers after annexin V columns in patients with severe teratozoospermia.

Avaliação de vacúolos nucleares e apoptose espermática depois do uso de colunas de anexina V em pacientes com teratozoospermia severa

Cristian Alvarez Sedó1, Mariano Lavolpe2, Heydy Uriondo3, Sergio Papier4, Florencia Nodar5, Claudio Chillik6

1Laboratorio de Biología, Investigación y Estudios Especiales (LABINEE)
2Coordinador del Laboratorio de Embriología
3Miembro del Staff del Laboratorio de Embriología
4Director Médico
5Directora del Laboratorio de Embriología
6Director Científico
*Centro de Estudios en Ginecología y Reproducción (CEGyR) Buenos Aires, Argentina

Received April 20, 2011
Accepted April 20, 2011

Autor correspondiente:
MSc. Cristian Alvarez Sedó (calvarez@cegyr.com)

Lugar de Realización:
Centro de Estudios en Ginecología y Reproducción (CEGyR)
Viamonte 1438, C1055ABB, Buenos Aires-Argentina
Teléfono: +54 11-4372-8289
Fax: +54 11-4371-7275

RESUMEN
Objetivo: La técnica de Columnas de Anexina V ha sido propuesta como herramienta para disminuir los niveles de apoptosis espermática. El objetivo de este trabajo es evaluar la presencia de vacuolas nucleares y marcadores de apoptosis en las diferentes fracciones luego del uso de columnas y valorar si existe relación entre la tamañonumero de vacuolas con la presencia de apoptosis espermática.
Métodos: Estudio prospectivo de cohorte - doble ciego. Se analizaron 10 muestras de semen que tenían estudio de TUNEL previo (>20%). Se realizó el pasaje de los espermatozoides a través de las Columnas de Anexina V. Se estudiaron 3 poblaciones: luego del gradiente, fracción eluida y la fracción adherida a la columna; se evaluó en cada una de las fracciones el número y tamaño de vacuolas, externalización de fosfatidilserina, caspasa-3 activa y TUNEL.
Resultados: En los 3 marcadores de apoptosis espermática evaluados, se observó una disminución significativa en la población eluida luego del uso de columnas (p< 0,05). Sin embargo, tanto el porcentaje de vacuolas, así como el número-tamaño, no mostraron diferencias entre las fracciones estudiadas. En la población adherida a la columna (altos niveles de apoptosis) no se encontró un predominio de espermatozoides con vacuolas, y que estas a su vez, presenten un mayor tamaño.
Conclusión: Los niveles de apoptosis espermática disminuyen significativamente luego del uso de Columnas de Anexina V, pero no así, el porcentaje de espermatozoides vacuolados. Según nuestros resultados, no existe correlación entre el mayor número y tamaño de vacuolas con altos niveles de apoptosis espermática.

Palabras claves: Teratozoospermia severa, vacuolas nucleares, apoptosis, Columnas de Anexina V.

ABSTRACT
Objective: Annexin V columns has been proposed as a tool to reduce levels of sperm apoptosis. The aim of this study was to determine the presence of nuclear vacuoles and apoptotic markers after using Annexin V columns and evaluate the size and number of nuclear vacuoles with sperm apoptosis.
Methods: Double-blind prospective cohort study Ten semen samples, with a previously TUNEL assay (>20%), were analyzed. After two layers gradient, the pellet was eluted through Annexin V column. Three sperm populations were studied: after gradient, eluted fraction and the fraction retained in the column; evaluating the number and size of vacuoles, phosphatidylserine externalization, cleaved caspase-3 and TUNEL.
Results: A significant decrease of apoptotic sperm markers levels was observed after using Annexin V columns (eluted fraction) (p<0.05). However, the number and size of nuclear vacuoles do not showed a significant difference between fractions. The fraction with high levels of sperm apoptosis (fraction retained in the column) do not showed a prevalence of vacuolated spermatozoa and larger size of vacuoles.
Conclusions: The sperm apoptosis levels significantly decreased after using Annexin V Columns, but not in the same way in relation to the number of vacuolated spermatozoa. There is not a correlation between a major number and size of vacuoles with high levels of sperm apoptosis.

Key words: Severe teratozoospermia, nuclear vacuoles, apoptosis, Annexin V columns.

RESUMO
Objetivo: A técnica de Colunas de Anexina V foi proposta como ferramenta para diminuir os níveis de apoptose espermática. O objetivo deste trabalho é avaliar a presença de vacúolos nucleares e marcadores de apoptose nas diferentes frações depois do uso de colunas e determinar se existe relação entre o tamanho-número de vacúolos e a presença de apoptose espermática.
Materiais/Métodos: Estudo de coorte prospectivo duplo-cego. Foram analisadas 10 amostras de sêmen que tinham teste de TÚNEL prévio (>20%). Foi realizada a passagem dos espermatozoides através das Colunas de Anexina V. Foram estudadas 3 populações: gradiente, eluída e a aderida à coluna, avaliando em cada uma delas número e tamanho de vacúolos, externalização de fosfatidilserina, caspase-3 ativa e TÚNEL.
Resultados/Discussão: Nos 3 marcadores de apoptose espermática avaliados, foi observada uma diminuição significativa na população eluída depois do uso de colunas (p< 0,05). Contudo, tanto o percentual de vacúolos, quanto o número-tamanho, não evidenciaram diferenças entre as frações estudadas. Na população aderida à coluna (altos níveis de apoptose) não se encontrou um predomínio de espermatozoides com vacúolos de maior tamanho como é referido na literatura.
Conclusão: Os níveis de apoptose espermática diminuem significativamente depois do uso de Colunas de Anexina V, mas não o percentual de espermatozoides vacuolados. Conforme os nossos resultados, não existe correlação entre o maior número e tamanho de vacúolos e altos níveis de apoptose espermática.

Palavras-chave: Teratozoospermia severa, vacúolos nucleares, apoptose, Colunas de Anexina V.

INTRODUCCIÓN
El análisis de la fragmentación del ADN aportó nuevas expectativas en la búsqueda de explicación a las fallas repetidas de FIV-ICSI. Se ha descrito la importancia de la estabilidad del núcleo espermático relacionado al éxito reproductivo en humanos. Así, el incremento significativo de los niveles de fragmentación del ADN estaría asociado a bajas tasas de fertilización, implantación embrionaria e incremento de abortos (Carrell et al., 2003; Seli et al., 2004; Virro et al., 2004; Lewis & Aitken, 2005; Meseguer et al., 2008; Aitken & De Iuliis, 2009; Sakkas & Alvarez, 2010).
Tantos factores físicos como metabólicos pueden inducir el daño del ADN espermático. Este puede ocurrir en la espermatogénesis o durante el tránsito por el epidídimo (Aitken et al., 2005, Aitken et al., 2006; Aitken RJ & De Iuliis, 2007; Banks et al., 2005). Asimismo, se han identificado factores de riesgo asociados al incremento de la fragmentación del ADN, como: varicocele, criptorquidia, edad avanzada, teratozoospermia severa, episodios de fiebre alta, radio y quimio terapia (Evenson et al., 2000; Angelopoulou et al., 2007; Delbes et al., 2007; Smith et al., 2007; Smit et al., 2010; Vagnini et al., 2007; Wu et al., 2009; Moskovtsev et al., 2009; Mehdi et al., 2009). El daño en el ADN puede ser de simple y/o de doble cadena, y ha podido ser evaluado por diversos métodos (Evenson et al., 1980; Gorczyca et al., 1993; Fernández et al., 2005; Chohan et al., 2006), destacando entre ellos la técnica de TUNEL (“deoxynucleotidyl-transferase-mediated-dUTP-nick-end-labeling”) (Sakkas & Alvarez, 2010; Sergerie et al., 2005; Greco et al., 2005; Boe-Hansen et al., 2006; Avendaño et al., 2009; Góngora & Fontanilla, 2010). Se ha reportado que la fragmentación del ADN puede estar asociada a eventos de apoptosis espermática (Wu et al., 2009; Sakkas et al., 2002; Sakkas et al., 2003; Oehninger et al., 2003; Singh et al., 2003; Moustafa et al., 2004). Al respecto, se han detectado marcadores de apoptosis en espermatozoides humanos, como: externalización de fosfatidilserina, caspasa 3 activa, etc. (Almeida et al., 2009; Glander & Schaller, 1999; Kotwicka et al., 2008; Paasch et al., 2003; Paasch et al., 2004; Shen et al., 2002). Por otro lado, otros autores han reportado la correlación positiva entre la fragmentación del ADN y la presencia de vacuolas nucleares que ocupan más del 50% de la superficie nuclear (Franco Jr et al., 2008; Nadalini et al., 2009; Oliveira et al., 2010). Sin embargo, otros reportes manifiestan que la presencia de vacuolas podría estar asociada al estado y/o anormalidades del acrosoma y no necesariamente a la fragmentación del ADN (Perdrix et al., 2011; Kacem et al., 2010).
La técnica de Columnas de Anexina V (CA-V) ha emergido como un método capaz de reducir los niveles de apoptosis espermática. Esta técnica se basa en la afinidad entre Anexina V y fosfatidilserina (marcador de apoptosis temprana). Existen publicaciones que demuestran la utilidad de este método en la reducción de la apoptosis espermática e incluso respecto a su uso en reproducción asistida (Said et al., 2005; Said et al., 2006; Dirican et al., 2008; Makker et al., 2008; Rawe et al., 2010; De Vantéry Arrighi et al., 2009; Polak de Fried & Denaday, 2010; Lee et al., 2010).
El presente trabajo tiene como objetivo evaluar los niveles de vacuolas nucleares y marcadores de apoptosis en las diferentes fracciones obtenidas durante el uso de CA-V y conocer si existe relación entre la tamaño-numero de vacuolas con la presencia de apoptosis espermática en pacientes con teratozoospermia severa.

MATERIALES Y MÉTODOS

1. Diseño experimental
Prospectivo de cohorte - doble ciego

2. Población de estudio
Fue considerado un grupo de 10 pacientes varones (Kruger ≤4%) cuyo nivel de fragmentación del ADN (TUNEL) fue mayor al 20%, teniendo una concentración mayor a 10x106/mL y movilidad progresiva mayor al 30% en el diagnóstico previo (no mayor a tres meses) al día del ensayo.

3. Preparación de la muestra
Las muestras fueron evaluadas y sometidas a separación espermática por gradiente de dos capas (ISOLATE-Irvine Scientific) según los criterios de la Organización Mundial de la Salud (WHO, 1992). El pellet obtenido fue lavado con buffer de pegado (BP) (“Binding buffer”-Miltenyi Biotec) (FRACCION INICIAL-FI)

4.- Columnas de Anexina V
Protocolo adaptado a partir del “Death Cell Removal Kit” (Miltenyi Biotec). Brevemente, el ´pellet´ luego del gradiente fue resuspendido en las ´microbeads´ y se incubó por 25 minutos. Se introdujo la columna dentro del imán y se hidrató con 500 uL de BP. Seguidamente se adicionó la suspensión de espermatozoides y simultáneamente 500 µl del BP. El eluido se colectó en HTF modificado (Irvine Scientific) (FRACCIÓN NEGATIVA-FN). La FRACCIÓN POSITIVA-FP fue colectada retirando la columna del imán y con ayuda del embolo se eluyó bajo presión con BP. De cada fracción se procedió a tomar una alícuota ajustada a un máximo de 2 x106/mL para realizar el estudio de MSOME y la evaluación de marcadores de apoptosis.

5.- Evaluación de vacuolas nucleares-MSOME
La evaluación de los espermatozoides se realizó utilizando el microscopio invertido (Nikon (Eclipse TE 200-U) con contraste de fase diferencial (DIC) y un objetivo de 100X de inmersión. Por otro lado se utilizó un sistema secundario de magnificación que posibilitó evaluar los espermatozoides con una magnificación final de hasta 12600X. En las distintas fracciones luego de CA-V se evaluaron 200 espermatozoides, considerando los siguientes patrones: A) Sin vacuola, B) 1 vacuola menor al 25%, C) 2 vacuolas menores al 25%, D) 1 vacuola mayor al 25% y E) Otrosvarios (Fig. 1).6.- Evaluación de externalización de fosfatidilserina (EPS) En una alícuota de cada fracción se evaluó la EPS mediante el “Annexin V-FITC Apoptosis Kit” (Abcam). Brevemente, se lavó la muestra con PBS y el “pellet” se resuspendió en 500 uL del BP, se agregó 5 uL de “Annexin V-FITC” y 5 uL de Ioduro de propidio (IP) y se incubó por 5 minutos. La detección fue realizada mediante microscopía de fluorescencia. Se consideró los espermatozoides vivos (IP-/ Annexin V+) más no las células muertas (IP+/Annexin V+) (Fig.2).

7.- Evaluación de la Fragmentación del ADN (TUNEL) y caspasa-3 activa (C3A)
Las muestras se fijaron en PBS-Formaldehído al 2%. Seguidamente fueron lavadas y permeabilizadas con metanol frío. Se bloquearon los sitios inespecíficos con BSA 0,5% en PBS; se agregó el anticuerpo primario anti-C3A (Cell Signaling). Luego se agregó el anticuerpo secundario Alexa-Fluor-568 (Molecular Probes). Posteriormente, se incubó con la solución de TUNEL (Roche) para finalmente lavar y montar con Vectashield H-1000 (Vector Laboratories). Se contaron 500 espermatozoides de cada fracción. Los patrones observados son representados en la Fig. 3.

RESULTADOS
En la Tabla 1 se muestran los promedios del externalización de fosfatidilserina, caspasa 3 activa y TUNEL de cada fracción luego del uso de CA-V. Los niveles de EPS (marcador inicial de la apoptosis) disminuyeron significativamente de 28.7% en la FI hasta un 2.3% en la FN, presentando un valor de 57.2% en la FP (p=0.001). En relación a C3A, los valores disminuyeron de 14.8% en la FI hasta un 4% en la FN, y un valor de 28.4% en la FP (p=0.002). De igual manera, los valores de TUNEL en la FI disminuyeron significativamente de 32.3% hasta 9.56% en la FN (siendo este valor considerado como normal) (Sergerie et al., 2005). Mientras que la FP presentó niveles de 53.7% (p= 0.001).
La Tabla 2 muestra los porcentajes y tipos de vacuolas presentes en las fracciones establecidas. Se observa que el número de espermatozoides sin vacuolas (A) no varía significativamente entre las fracciones, encontrándose un 3.6% en la FI, 2.6% en la FN y un 3.6% en la FP. De igual manera los patrones B, C, D y E no evidenciaron variación significativa entre las fracciones estudiadas.

 

Figure 1
Fig. 1. Patrones evaluados por MSOME

 

 

Figure 2
Fig. 2. Patrones observados: A) IP-/Annexin V+ y B) IP+/Annexin V+

 

 

Figure 3
Fig. 3. Patrones observados: A) Normal, B) C3A+/TUNEL, C) C3A+/TUNEL+ y D) C3A-/TUNEL+

 

 

Figure 4
Tabla 1. Niveles de apoptosis espermática luego del uso de CA-V (* p<0.05)

 

 

Figure 5
Tabla 2. Niveles de vacuolas nucleares luego del uso de CA-V

 

DISCUSIÓN
Nuestros resultados se muestran acordes a lo reportado por otros autores en relación a la disminución de los niveles de apoptosis espermática y fragmentación del ADN luego del uso de Columnas de Anexina V (Said et al., 2005; Said et al., 2006; Dirican et al., 2008; Makker et al., 2008; De Vantéry Arrighi et al., 2009; Rawe et al., 2010; Lee et al., 2010). Sin embargo, nuestro trabajo a diferencia de otros, resalta el haber evaluado muestras con alteraciones severas en la morfología espermática (Kruger <4%).
Por otro lado, de acuerdo a la literatura, se ha expresado la correlación existente entre un mayor índice de fragmentación del ADN y la presencia de vacuolas de mayor tamaño (patrón D) (Franco Jr et al., 2008; Nadalini et al., 2009; Garolla et al., 2008; Oliveira et al., 2010). Sin embargo, nuestros resultados manifiestan que en una población enriquecida de espermatozoides con fragmentación del ADN (FP), se observó una presencia indistinta de espermatozoides con tamaño-numero de vacuolas. Por el contrario, en relación a lo referido anteriormente en la literatura, hubiésemos esperado una mayor cantidad de espermatozoides vacuolados del tipo D.
Somos conscientes que son necesarios más trabajos respecto a este tema en particular, sin embargo, creemos que nuestros resultados hasta el momento develan que en pacientes con alteraciones severas en la morfo-logía espermática, no existiría un predominio de mayor tamaño-numero de vacuolas en espermatozoides con altos niveles de apoptosis espermática. Por lo que probablemente estos pacientes no se beneficien “del todo” con la elección de espermatozoides seleccionados a mayor magnificación, con fines a elegir un espermatozoide no fragmentado en su ADN.
Finalmente comentar que la técnica de Columnas de Anexina V, se presentan como un método efectivo en la remoción de espermatozoides apoptóticos. Siendo que la FN presentó niveles normales de EPS, C3A y TUNEL y esta metodología podría ser empleada para optimizar los resultados de técnicas de reproducción asistida en casos de teratozoospermia severa y apoptosis espermática.

CONSLUSIONES
En pacientes con teratozoospermia severa, los niveles de apoptosis espermática disminuyen significativamente luego uso de CA-V, pero no de la misma manera el porcentaje de espermatozoides vacuolados. No necesariamente existe correlación entre el mayor número-tamaño de vacuolas con altos niveles de apoptosis espermática en este tipo de pacientes. Las CA-V podría considerarse como un método seguro para la reducción de apoptosis espermática en pacientes con teratozoospermia severa.

Referencias
Aitken RJ, Bennetts LE, Sawyer D, Wiklendt AM, King BV. Impact of radio frequency electromagnetic radiation on DNA integrity in the male germline. Int J Androl. 2005; 28(3):171-9.

Aitken RJ, Wingate JK, De Iuliis GN, Koppers AJ, McLaughlin EA. Cis-unsaturated fatty acids stimulate reactive oxygen species generation and lipid peroxidation in human spermatozoa. J Clin Endocrinol Metab. 2006; 91(10):4154-63.

Aitken RJ, De Iuliis GN. Origins and consequences of DNA damage in male germ cells. Reprod Biomed Online. 2007; 14(6):727-33.

Aitken RJ, De Iuliis GN, McLachlan RI. Biological and clinical significance of DNA damage in the male germ line. Int J Androl. 2009; 32(1):46-56.

Almeida C, Sousa M, Barros A. Phosphatidylserine translocation in human spermatozoa from impaired spermatogenesis. Reprod Biomed Online. 2009; 19(6):770-7.

Angelopoulou R, Plastira K, Msaouel P. Spermatozoal sensitive biomarkers to defective protaminosis and fragmented DNA. Reprod Biol Endocrinol. 2007; 5:36.

Avendaño C, Franchi A, Taylor S, Morshedi M, Bocca S, Oehninger S. Fragmentation of DNA in morphologically normal human spermatozoa. Fertil Steril. 2009; 91(4):1077-84.

Banks S, King SA, Irvine DS, Saunders PT. Impact of a mild scrotal heat stress on DNA integrity in murine spermatozoa. Reproduction. 2005; 129(4):505-14.

Boe-Hansen GB, Fedder J, Ersbøll AK, Christensen P. The sperm chromatin structure assay as a diagnostic tool in the human fertility clinic. Hum Reprod. 2006; 21(6):1576-82.

Carrell DT, Liu L, Peterson CM, Jones KP, Hatasaka HH, Erickson L, Campbell B. Sperm DNA fragmentation is increased in couples with unexplained recurrent pregnancy loss. Arch Androl. 2003; 49(1):49-55.

Chohan KR, Griffin JT, Lafromboise M, De Jonge CJ, Carrell DT. Comparison of chromatin assays for DNA fragmentation evaluation in human sperm. J Androl. 2006; 27(1):53-9.

De Iuliis GN, Thomson LK, Mitchell LA, Finnie JM, Koppers AJ, Hedges A, Nixon B, Aitken RJ. DNA damage in human spermatozoa is highly correlated with the efficiency of chromatin remodeling and the formation of 8-hydroxy-2’-deoxyguanosine, a marker of oxidative stress. Biol Reprod. 2009; 81(3):517-24.

De Vantéry Arrighi C, Lucas H, Chardonnens D, de Agostini A.Removal of spermatozoa with externalized phosphatidylserine from sperm preparation in human assisted medical procreation: effects on viability, motility and mitochondrial membrane potential. Reprod Biol Endocrinol. 2009; 7:1.

Dirican EK, Ozgün OD, Akarsu S, Akin KO, Ercan O, Uğurlu M, Camsari C, Kanyilmaz O, Kaya A, Unsal A. Clinical outcome of magnetic activated cell sorting of non-apoptotic spermatozoa before density gradient centrifugation for assisted reproduction. J Assist Reprod Genet. 2008; 25(8):375-81.

Delbes G, Hales BF, Robaire B. Effects of the chemotherapy cocktail used to treat testicular cancer on sperm chromatin integrity. J Androl. 2007; 28(2):241-9.

Evenson DP, Darzynkiewicz Z, Melamed MR. Relation of mammalian sperm chromatin heterogeneity to fertility. Science. 1980; 210(4474):1131-3.

Evenson DP, Jost LK, Corzett M, Balhorn R. Characteristics of human sperm chromatin structure following an episode of influenza and high fever: a case study. J Androl. 2000; 21(5):739-46.

Fernández JL, Muriel L, Goyanes V, Segrelles E, Gosálvez J, Enciso M, LaFromboise M, De Jonge C. Simple determination of human sperm DNA fragmentation with an improved sperm chromatin dispersion test. Fertil Steril. 2005; 84(4):833-42.

Franco JG Jr, Baruffi RL, Mauri AL, Petersen CG, Oliveira JB, Vagnini L. Significance of large nuclear vacuoles in human spermatozoa: implications for ICSI. Reprod Biomed Online. 2008; 17(1):42-5.

Glander HJ, Schaller J. Binding of annexin V to plasma membranes of human spermatozoa: a rapid assay for detection of membrane changes after cryostorage. Mol Hum Reprod. 1999; 5(2):109-15.

Góngora A, Fontanilla D. The influence of sperm DNA fragmentation on assisted reproduction techniques and embryo quality. Rev Colomb Obstet Ginecol. 2010; 61(2): 160-164.

Gorczyca W, Traganos F, Jesionowska H, Darzynkiewicz Z. Presence of DNA strand breaks and increased sensitivity of DNA in situ to denaturation in abnormal human sperm cells: analogy to apoptosis of somatic cells. Exp Cell Res. 1993; 207(1):202-5.

Greco E, Scarselli F, Iacobelli M, Rienzi L, Ubaldi F, Ferrero S, Franco G, Anniballo N, Mendoza C, Tesarik J. Efficient treatment of infertility due to sperm DNA damage by ICSI with testicular spermatozoa. Hum Reprod. 2005; 20(1):226-30.

Kacem O, Sifer C, Barraud-Lange V, Ducot B, De Ziegler D, Poirot C, Wolf J. Sperm nuclear vacuoles, as assessed by motile sperm organellar morphological examination, are mostly of acrosomal origin. Reprod Biomed Online. 2010; 20(1):132-7.

Kotwicka M, Filipiak K, Jedrzejczak P, Warchol JB. Caspase-3 activation and phosphatidylserine membrane translocation in human spermatozoa: is there a relationship? Reprod Biomed Online. 2008; 16(5):657-63.

Lee TH, Liu CH, Shih YT, Tsao HM, Huang CC, Chen HH, Lee MS. Magnetic-activated cell sorting for sperm preparation reduces spermatozoa with apoptotic markers and improves the acrosome reaction in couples with unexplained infertility. Hum Reprod. 2010; 25(4):839-46.

Lewis SE, Aitken RJ. DNA damage to spermatozoa has impacts on fertilization and pregnancy. Cell Tissue Res. 2005;322(1):33-41.

Makker K, Agarwal A, Sharma RK. Magnetic activated cell sorting (MACS): utility in assisted reproduction. Indian J Exp Biol. 2008; 46(7):491-7.

Mehdi M, Khantouche L, Ajina M, Saad A. Detection of DNA fragmentation in human spermatozoa: correlation with semen parameters. Andrologia. 2009; 41(6):383-6.

Meseguer M, Martínez-Conejero JA, O’Connor JE, Pellicer A, Remohí J, Garrido N. The significance of sperm DNA oxidation in embryo development and reproductive outcome in an oocyte donation program: a new model to study a male infertility prognostic factor. Fertil Steril. 2008; 89(5):1191-9.

Moskovtsev SI, Willis J, White J, Mullen JB. Sperm DNA damage: correlation to severity of semen abnormalities. Urology. 2009; 74(4):789-93.

Moustafa MH, Sharma RK, Thornton J, Mascha E, Abdel-Hafez MA, Thomas AJ Jr, Agarwal A. Relationship between ROS production, apoptosis and DNA denaturation in spermatozoa from patients examined for infertility. Hum Reprod. 2004; 19(1):129-38.

Nadalini M, Tarozzi N, Distratis V, Scaravelli G, Borini A. Impact of intracytoplasmic morphologically selected sperm injection on assisted reproduction outcome: a review. Reprod Biomed Online. 2009; 19 Suppl 3:45-55.

Oehninger S, Morshedi M, Weng SL, Taylor S, Duran H, Beebe S. Presence and significance of somatic cell apoptosis markers in human ejaculated spermatozoa. Reprod Biomed Online. 2003; 7(4):469-76.

Oliveira JB, Massaro FC, Baruffi RL, Mauri AL, Petersen CG, Silva LF, Vagnini LD, Franco JG Jr. Correlation between semen analysis by motile sperm organelle morphology examination and sperm DNA damage. Fertil Steril. 2010; 94(5):1937-40.

Paasch U, Grunewald S, Fitzl G, Glander HJ. Deterioration of plasma membrane is associated with activated caspases in human spermatozoa. J Androl. 2003; 24(2):246-52.

Paasch U, Grunewald S, Agarwal A, Glandera HJ. Activation pattern of caspases in human spermatozoa. Fertil Steril. 2004; 81 Suppl 1:802-9.

Perdrix A, Travers A, Chelli MH, Escalier D, Do Rego JL, Milazzo JP, Mousset-Siméon N, Macé B, Rives N. Assessment of acrosome and nuclear abnormalities in human spermatozoa with large vacuoles. Hum Reprod. 2011; 26(1):47-58.

Polak de Fried E, Denaday F. Single and twin ongoing pregnancies in two cases of previous ART failure after ICSI performed with sperm sorted using annexin V microbeads. Fertil Steril. 2010; 94(1):351.e15-8.

Rawe VY, Boudri HU, Alvarez Sedó C, Carro M, Papier S, Nodar F. Healthy baby born after reduction of sperm DNA fragmentation using cell sorting before ICSI. Reprod Biomed Online. 2010; 20(3):320-3.

Said TM, Grunewald S, Paasch U, Glander HJ, Baumann T, Kriegel C, Li L, Agarwal A Advantage of combining magnetic cell separation with sperm preparation techniques.. Reprod Biomed Online. 2005; 10(6):740-6.

Said TM, Agarwal A, Grunewald S, Rasch M, Baumann T, Kriegel C, Li L, Glander HJ, Thomas AJ Jr, Paasch U. Selection of nonapoptotic spermatozoa as a new tool for enhancing assisted reproduction outcomes: an in vitro model. Biol Reprod. 2006; 74(3):530-7.

Sakkas D, Moffatt O, Manicardi GC, Mariethoz E, Tarozzi N, Bizzaro D. Nature of DNA damage in ejaculated human spermatozoa and the possible involvement of apoptosis. Biol Reprod. 2002; 66(4):1061-7.

Sakkas D, Seli E, Bizzaro D, Tarozzi N, Manicardi GC. Abnormal spermatozoa in the ejaculate: abortive apoptosis and faulty nuclear remodelling during spermatogenesis. Reprod Biomed Online. 2003; 7(4):428-32.

Sakkas D, Alvarez JG. Sperm DNA fragmentation: mechanisms of origin, impact on reproductive outcome, and analysis. Fertil Steril. 2010; 93(4):1027-36.

Seli E, Gardner DK, Schoolcraft WB, Moffatt O, Sakkas D. Extent of nuclear DNA damage in ejaculated spermatozoa impacts on blastocyst development after in vitro fertilization. Fertil Steril. 2004; 82(2):378-83.

Sergerie M, Laforest G, Bujan L, Bissonnette F, Bleau G. Sperm DNA fragmentation: threshold value in male fertility. Hum Reprod. 2005; 20(12):3446-51.

Shen HM, Dai J, Chia SE, Lim A, Ong CN. Detection of apoptotic alterations in sperm in subfertile patients and their correlations with sperm quality. Hum Reprod. 2002; 17(5):1266-73.

Singh NP, Muller CH, Berger RE. Effects of age on DNA double-strand breaks and apoptosis in human sperm. Fertil Steril. 2003; 80(6):1420-30.

Smit M, van Casteren NJ, Wildhagen MF, Romijn JC, Dohle GR. Sperm DNA integrity in cancer patients before and after cytotoxic treatment. Hum Reprod. 2010; 25(8):1877-83.

Smith R, Kaune H, Parodi D, Madariaga M, Morales I, Ríos R, Castro A. Extent of sperm DNA damage in spermatozoa from men examined for infertility. Relationship with oxidative stress. Rev Med Chil. 2007; 135(3): 279-86.

Vagnini L, Baruffi RL, Mauri AL, Petersen CG, Massaro FC, Pontes A, Oliveira JB, Franco JG Jr. The effects of male age on sperm DNA damage in an infertile population. Reprod Biomed Online. 2007; 15(5):514-9.

Virro MR, Larson-Cook KL, Evenson DP. Sperm chromatin structure assay (SCSA) parameters are related to fertilization, blastocyst development, and ongoing pregnancy in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection cycles. Fertil Steril. 2004; 81(5):1289-95.

World Health Organization. WHO Laboratory Manual for the Examination of Human Semen and Semen-Cervical Mucus Interaction.3rd edn. Cambridge University Press, Cambridge. 1992.

Wu GJ, Chang FW, Lee SS, Cheng YY, Chen CH, Chen IC. Apoptosis-related phenotype of ejaculated spermatozoa in patients with varicocele. Fertil Steril. 2009; 91(3):831-7.